的生化和分子反应罗莎damascena轧机。简历。卡山对水杨酸的盐度胁迫

背景

今天，盐胁迫是世界上最重要的非生物胁迫之一，因为它会对许多农产品造成损害并降低其产量。氧化应激导致植物组织损伤，当植物暴露于环境胁迫(如盐度)时，随着活性氧(ROS)的产生而发生。如今，推荐使用能增加植物对环境胁迫的抗性和改善植物代谢活性的化合物。水杨酸(SA)作为植物细胞内和细胞外反应的调节剂，被认为是这些有效化合物之一。大马士革玫瑰(罗莎damascena)是蔷薇科的药用植物，其精油和芳香化合物在世界化妆品和食品工业中被广泛使用。因此，考虑到这种植物在药用和观赏方面的重要性，我们首次对伊朗的一个本地栽培品种(Kashan)进行了调查。由于盐胁迫是大马士革玫瑰栽培中最重要的问题之一，我们首次研究了不同盐浓度(0、4、8和12 ds m)下的相互作用⁻¹)，以SA(0、0.5、1和2 mM)作为减压剂。

结果

由于盐胁迫降低了植物的生长和产量，在本实验中，NaCl浓度的增加导致光合和形态参数逐渐降低，离子泄漏增加。同时，将盐胁迫水平提高到12 ds m⁻¹影响了叶绿素含量、根长和叶总面积，与未受胁迫的植株相比，均显著降低。然而，许多研究强调了化合物的应用，以减少逆境的负面影响，提高植物对逆境的抗性和耐受性。在本研究中，即使在低浓度(0.5 mM)下施用SA也能中和盐胁迫的负面影响罗莎damascena．结果表明，盐度升高了抗氧化酶过氧化氢酶(CAT)和超氧化物歧化酶(SOD)的活性以及脯氨酸、蛋白质和甜菜碱(GB)的浓度。抗氧化基因(抗坏血酸过氧化物酶(APX)、CAT、过氧化物酶(POD)、铁超氧化物歧化酶(Fe-SOD)和铜超氧化物歧化酶(Cu-SOD)的过表达在大马士革玫瑰耐盐性中起重要作用。此外，0.5 mm SA提高了酶和非酶系统的活性，提高了耐盐性。

结论

由于全球变暖和干旱加剧而导致的气候条件变化导致了地球表面土壤的盐碱化。因此，测定玫瑰对盐胁迫的耐受阈值和植物内抗逆性物质的作用就显得尤为重要。在这种情况下，SA具有多种作用，如增加色素含量，阻止乙烯生物合成，促进生长，激活与胁迫有关的基因，从而改变盐胁迫的负面影响。此外，根据本研究结果，即使在浓度较低的情况下，SA也可以获得阳性结果，因此可以推荐SA作为一种相对廉价和可用的材料来提高盐碱地的产量。

世界市场上最重要的观赏植物之一是玫瑰，这种植物通常作为切花、盆栽和景观花出售。此外，玫瑰花瓣是香味和精油的天然来源。玫瑰花瓣油，被称为Rosatom，在香水工业中是一种有价值的产品[1]。由于近年来普遍的干旱状况和缺乏可靠的水资源，土壤盐碱度正在增加，特别是在干旱地区。考虑到大马士革玫瑰在干旱和盐碱地栽培的背景[2考虑到这种植物承受环境压力的潜力，这种植物似乎是在这些地区发展种植的有效选择。干旱胁迫对土壤最重要的影响是盐渍化，这是由于过量的溶质积累造成的，而盐渍土中的主要矿物是NaCl。此外，由于降水少，土壤中矿物质的积累增加[3.]。植物对盐度的反应涉及基因和蛋白质活性的各种变化，这些变化持续导致植物代谢的变化。这些途径常常因主要基因的转录而偏离主要代谢途径[4]。植物中的抗氧化防御系统具有酶促或非酶促作用，在减少或抑制各种环境胁迫中起着特殊作用。酶促抗氧化剂包括超氧化物歧化酶(SOD)、CAT、POD、谷胱甘肽还原酶(GR)和APX等，它们在盐胁迫下在高等植物体内积累以避免氧化损伤。在各种类型的抗氧化酶中，SOD、CAT、GR、APX、POD等酶在盐胁迫下在植物体内积累，以避免氧化损伤[qh]5，6]。据报道，植物在盐度和水分胁迫下APX活性增加[7]。今天，建议使用增加植物对环境胁迫的抵抗力的化合物。其中一种化合物是SA [8]。该化合物是一种生长调节剂，作为植物中的酚类化合物，在调节植物生理过程、保护植物免受环境胁迫、促进植物生长等方面起着至关重要的作用[9，10]。SA通过增加色素含量来改善盐胁迫的负面影响[11]，防止乙烯生物合成[12]，以及不断增长的[13]。研究人员得出结论，外源使用低浓度(1.0 mM)的SA可提高植物抗氧化剂的有效性[14，15，16]。然而，SA治疗已被证明可以暂时降低CAT活性并增加H₂O₂水平，可能在系统性获得性抵抗和氧化应激抵抗中起关键作用[17]。在番茄植株上外源施用SA已被证明可提高抗氧化酶如CAT、POD、APX和SOD的活性以及脯氨酸含量[9]。据报道，SA处理可引起脱落酸的积累。因为脱落酸的合成刺激了大范围的抗氧化蛋白，它增加了植物对压力的抵抗力。这些结果表明，抗氧化酶的活性受到SA的直接或间接调节，从而保护植物免受环境胁迫[j]。18，19]。人们发现大马士革玫瑰对盐有一定的耐受性，但其确切的耐受性尚未确定。因此，本研究的目的是首次确定大马士革玫瑰的形态和生理反应。施用白藜芦醇提高了卡山的耐盐性，并研究了白藜芦醇对抗氧化酶机制的影响。

统一的罗莎damascena简历。以组织培养的卡山植株为材料。在德黑兰大学园艺科学系，植物在10升的盆栽中种植，盆栽中含有壤土粘土、沙子和叶片堆肥的组合(分别为1:2:4，体积基础比)。平均田间容量(按重量计)为90%。每两周施肥20:20:20，防止养分缺乏，每两周过量灌溉1次，防止盐过量积累。首先，对土壤中主要元素的浓度、EC和pH以及灌溉水的质量进行了评价(表1)1和2)。试验期间的平均最高/最低温度为31/12℃，相对湿度为30 ~ 64%。平均太阳辐射为10,132 (Rad. T.S.R.) kj m²))。NaCl盐度0(对照)、4、8、12 ds m⁻¹分别以0、0.5、1、2 mM的SA水平处理，在春季叶片完全展开时处理45 d。先将SA溶解在乙醇中，然后稀释到所考虑的体积。SA处理采用两期叶面喷施(100 mL/株)，一期在盐胁迫开始前施用，另一期在盐胁迫开始后三周施用。

形态特征

实验结束时，收获植株，并将基质从根部洗净。叶面积(LA, cm²在所有工厂中测量(使用Delta-T Devices Ltd, Cambridge, UK)。在70°C烘箱中干燥48 h，使所有植物材料达到恒重后，测定株高、根长、叶片和茎部鲜干重(DW)以及单株根鲜干重[20.]。

相对含水量(RWC)

将新鲜的叶和茎样品称重，确定鲜重(FW)，然后在4°C蒸馏水中浸泡24 h。吸收地表水后，再次称重，测定膨松重(TW)。然后将叶片样品在75℃的烘箱中干燥48 h，并测量其DW。利用FW、TW和DW的值计算叶片相对含水量(LRWC)，公式如下[21]。

叶片电解质渗漏

从每株植物中随机取10片叶子，用蒸馏水彻底清洗，放入50毫升猎鹰中，其中加入20毫升蒸馏水。然后，将烧瓶置于室温摇床上24 h，测量其电导率(EC1)。样品高压灭菌10分钟，冷却至室温后，测量电导率(EC2)。电解质泄漏计算公式为膜损伤[22]。

光合色素的测定

来测定叶绿素一个和b研究人员使用了每棵植物最年轻、完全展开的叶子。用丙酮提取叶片，测定叶绿素浓度一个和叶绿素b分别在645 nm, 663 nm处用平板阅读器(EON, Bio Tek America)测定[23]。

酶促测定的提取

取0.5 G叶片样品称重，用液氮粉化，加入500 μL萃取缓冲液(0.15 mM Tris, pH = 7.5)和50 mg聚乙烯吡啶酮，在砂浆中粉碎，然后转移到1.5 mL烧瓶中，在4℃下，10000 rpm离心10 min。将上清转移到新的猎鹰中，用于测量酶活性[24，25]

酶的活动

超氧化物歧化酶(SOD)

通过测定在560 nm处抑制硝基蓝四氮唑(NBT)速率50%的酶的量来测定SOD的活性。将0.5 M PBS (pH 7.5)、0.1 mM EDTA、13 mM蛋氨酸、63 mM NBT、1.3 mM核黄素和0.1 mL酶提取物组成的反应混合物放入5.0 mL试管中，在25°C下照明15 min，不照明表面为空白。一个单位的酶活性被定义为产生50%抑制NBT还原所需的SOD的量[5]。

过氧化氢酶(CAT)

过氧化氢(H)分解导致240 nm处吸光度下降，测定过氧化氢酶(CAT)酶活性₂O₂)。反应混合物由2.6 mL 50 mM磷酸盐缓冲液(pH 7)和0.4 mL 15 mM H组成₂O₂，用Lambda EZ 201型分光光度计提取0.2 mL酶提取物。酶活性以单位mg表示⁻¹蛋白质(24]。

愈创木酚过氧化物酶(GPX)

采用含磷酸盐缓冲液50 mM (pH 7)、愈创木酚9 mM、H 19 mM的反应介质，测定愈创木酚过氧化物酶(GPX)的活性₂O₂．通过监测愈创木酚聚合过程中470 nm处吸光度的增加来测定酶活性[25]。

抗坏血酸过氧化物酶

APX酶的活性采用Agarwal et al.，(2005)方法测定[15]。反应液中含有550 μL 50 mM磷酸盐缓冲液(pH 7.6)、100 μL 1 mM EDTA、100 μL提取物和250 μL 0.25 mM抗坏血酸。用分光光度计(Lambda EZ 201)在290 nm处监测反应。

生理测量

脯氨酸

脯氨酸的测定方法参照Bates等人的方法[26]。叶片(0.5 g)在10ml 3%磺基水杨酸中研磨。提取液(napco 2028R, USA) 10000 rpm离心5 min，取1 mL上液与1 mL酸性茚三酮溶液和1 mL醋酸混合，摇床振荡20 min。然后将样品在90℃下加热1小时，在冰水中冷却以停止所有反应，与4 mL甲苯充分混合，室温下孵育20分钟。取上清液在520 nm处测定吸光度。采用以μ g为单位的脯氨酸校准曲线测定脯氨酸浓度⁻¹弗兰克-威廉姆斯。

甜菜碱(GB)

叶片中GB的测定方法采用Grieve和Grattan(1983)的方法。叶片样品(0.5 g)在25ml蒸馏水中粉碎均匀，然后在25°C下机械摇匀48 h。提取液(1ml)与1ml的1n H混合₂所以₄和0.4 mL三碘化钾溶液，4℃保存24 h, 15000 g离心15 min。用细端玻璃管仔细提取上清，将结晶沉淀物溶解在9ml的1,2 -二氯乙烷中。2 h后，用365 nm分光光度计(Lambda EZ 201)测量样品。采用标准曲线计算GB的浓度，结果以μmol g表示⁻¹弗兰克-威廉姆斯(27]。

丙二醛(MDA)

取0.5 g叶片匀浆于5 mL 0.1% mL三氯乙酸(TCA)中，10000 rpm离心。取2ml该溶液和2ml 0.5%硫代巴比妥酸(TBA)在95℃沸水浴中煮沸30分钟，然后在冰浴中快速冷却。在10000 g离心10 min后，记录上清液在532和600 nm处的吸光度。在600 nm处的测量值由532 nm处的测量值推导而来，MDA的水平以nmol g表示⁻¹弗兰克-威廉姆斯(28]。

总酚类(TP)

用Folin-Ciocalteu法测定叶片总酚含量[29]，并使用725 nm的平板读取器(EON, Bio Tek America)进行了一些修改。在这项测量中，0.5 g新鲜叶片样品在1.5 mL 80%甲醇中均质，并在15,000 rpm下离心15分钟。用进样器取上清10 μL，加入板孔，再加入10% Folin-Ciocalteu 75 μL，再加入6%碳酸钠75 μL。测定结果与没食子酸溶液的标准曲线比较，以mg没食子酸g表示⁻¹弗兰克-威廉姆斯。

抗氧化能力测定

通过自由基中和(DPPH)(2和2二苯基-1-吡啶肼)测定提取物的抗氧化能力(AC)。0.5 g水果组织用4ml 80%甲醇匀浆。将水果组织与乙醇的混合物在9500 rpm下离心20 min。然后，在100 μ l甲醇提取物中加入60 μ mol DPPH溶液3.4 mL。孵育后，使用microplate阅读器(EON, Bio Tek America)测定样品在517 nm处的吸光度[30.]。

基因表达分析

在对植株施加盐胁迫(胁迫开始后45天)后，对发育完全的叶片和幼嫩叶片进行取样。然后将样品保存在- 80°C，直到提取RNA。RNA提取使用Invisorb®自旋植物RNA试剂盒(Invitek公司)进行。

确定RNA的质量和数量，构建cDNA，设计引物

为了确定提取RNA的质量和数量，采用NanoDrop (NanoDrop 2000C)分光光度法和琼脂糖凝胶电泳法在260和280 nm处提取RNA。为了去除提取的RNA中可能的DNA污染，根据本方案使用Thermo Scientific Kit使用DNAse1进行RNA处理。使用Thermo Scientific Kit将RNA转化为cDNA。引物的设计是根据菌株的基因组分析结果罗莎对［31，32]，使用克隆管理器和notepad++软件进行整理，并通过Eurofins Genomics进行整理(表3.)。

相对基因表达

为了确认cdna和引物的质量，将EF1-a、UBC和ACT内参基因引物与构建的cdna进行混合反应，并使用qPCR仪(BioRAD,USA)检测基因表达。根据表中的信息配制反应混合物4并按照qPCR反应规范进行。Real-Time PCR反应采用5倍HOT FIRepol Kit，基于Siber Green qPCR Mix Plus。根据设备协议定义热分布。采用效率调整法(∆∆CT)估计基因表达量(表4)。

统计分析

试验采用随机、完全区组设计，采用4、8和12个标准差的析因试验⁻¹盐度处理和灌溉水作为对照(0.9 ds m)⁻¹)作为对照，同时进行0、1、1.5和2 mm SA处理，以及不进行SA处理的对照，共4个重复，每个重复3个实验单元。方差分析采用SAS 9.1.3和SPSS 19.0软件，采用1和5%概率水平的Tukey检验进行均值比较。

植物生长发育

大马士革玫瑰的鲜叶和干叶的重量罗莎damascena)受盐胁迫和SA处理的影响显著。根据结果(表1)5)，不施用盐胁迫和施用0.5 mM水平SA的叶片鲜重(2.99 g)和DW (1.49 g)最高。此外，盐度处理的最高水平(12 ds m⁻¹)，不施用SA使叶片鲜重减少了49%(表2)5）;同样，上述处理的叶片干重最低，为0.97 g(表2)5)。综上所述，SA能有效提高植物的耐盐性，保护其免受盐害。对于空中器官的重量，结果表明，鲜重减少了57%(表2)5)，增加盐度水平(处理12 ds m⁻¹)，并施加浓度为2mm的SA;与此同时，SA 1 mM的对照处理(不施用盐胁迫)的空气器官鲜重最高，为275.76 g(表)5)。此外，在盐度水平为12 ds m时，空气器官的干重受盐度胁迫的影响降低了42%⁻¹，与无应激处理相比(表2)5)。此外，在8级和12级之间没有观察到显著差异⁻¹;因此，可以得出这样的结论:在胁迫开始时，植物的干重降低是对盐度的一种反应，达到一定的水平。然而，随着盐度胁迫的增加，渗透物积累，干重也增加。施用浓度为1 mM的SA和不施用盐胁迫后，根鲜重最高，为176.1 g;这个值在12级下降低71%⁻¹浓度为0时的盐度和SA(表5)。此外，在盐度为12和8 ds m时，根的最高和最低DW分别为17.52 g和54.84 g⁻¹，分别(表5)。因此，在4级和m级之间没有观察到显著差异⁻¹没有压力;结果表明，盐胁迫降低了根鲜重罗莎damascena然而，这种下降一直持续到8级⁻¹我们发现干重也是如此。另一方面，施用SA降低了盐胁迫的影响，因此在很大程度上增加了不同盐度水平下根系的鲜重。通过与平均值的比较，发现在所有盐度水平下SA的最佳水平为1 mM。

根长性状试验结果表明，施盐和盐胁迫对根长性状有显著影响。因此，将盐胁迫水平提高到12 ds m后⁻¹施用浓度为0.5 mM的SA时，观察到根长最小值(50 cm)(表2)5）;施用浓度为1 mM的SA和不施用盐胁迫后，该值增加了34%。结果表明，盐度水平的提高使根长减小，而SA的施用提高了根深，在一定程度上抵消了盐度的负面影响。由此可见，水杨酸浓度为1 mM的无盐胁迫处理叶面积最大，为189.38 cm²12 ds m盐处理叶面积最小，为121.49 cm2⁻¹和不应用水杨酸(表5)。

植物的形态最初受到盐度胁迫后果的影响，这取决于胁迫的严重程度和持续时间，以及植物的类型[33]。作为盐度的第一个后果，叶面积的减少降低了植物潜在的光合作用能力。当暴露于盐度时，植物细胞脱水并收缩;虽然叶片会在几个小时后恢复失去的体积，但细胞伸长会减少[34]。几天后，细胞伸长和细胞分裂减少，导致叶片变小。因此，叶片逐渐老化变干，新叶生成减少。最后，如果持续暴露在高盐度环境中，植物就会死亡。盐度直接或间接地影响和阻碍植物生长带的分裂和伸长。由于生长组织中存在的盐度降低了分枝的生长，而在成熟的光合组织中不形成[34]。与其他植物一样，玫瑰也会受到逆境的影响，从而影响其生长发育，植物形态也会随着胁迫水平的变化而发生一些变化[35]。在一项评估耐盐性的试验中罗莎对，盐度对茎长、直径和DW均有负向影响[36]。各种研究结果表明，使用SA可以改善盐胁迫下植物的营养性状[37，38，39]。经SA处理后，根系生长加快并保持健康，增加了对水分和养分的吸收，最终导致植物生长加快[40]。根生长的增加使SA被认为是一种有效、高效和重要的植物激素，可以促进胡萝卜、萝卜和甜菜等重要经济蔬菜的根生长[8]。SA增加rubisco酶的活性，促进光合作用，从而增加叶面积[41]。2 mM SA的浓度金盏花officinalis番茄、黄瓜和草莓的叶子面积也增加了。42]。

相对含水量(RWC)

叶片相对含水量(RWC)是盐胁迫下显著降低的主要性状之一。本研究结果表明，在最高胁迫水平(12 ds m-1)和不施用SA的情况下，叶片RWC比不施用胁迫、SA浓度为0.5 mM的对照条件下降了41.08%。空气器官RWC也受不同处理的影响;在没有盐胁迫和施加浓度为0.5 mM的SA的情况下，其含量最高为65.75%。将SA浓度增加到1 mM，并施加12ds m-1水平的盐度胁迫，RWC降至57.17%(表1)6)。胁迫条件下植物RWC的降低可能表明膨胀压力的丧失，这导致细胞获得的水分有限[43]。通过影响和破坏膜质子泵，盐度降低细胞生长[35]。在盐分胁迫下，根系吸水率随盐分的增加而降低，因此在这种条件下，RWC降低[44]。Ali等人(2014)观察到，盐度胁迫降低了“三合一花瓣”品种玫瑰花瓣的RWC。在另一项研究中，盐度胁迫降低了欧洲野生玫瑰品种的叶片RWC (r . rubiginosa) [45]。SA的使用提高了各种植物芽部的RWC [46，47]。在不同胁迫下，如盐胁迫下，SA对大麦、玉米和小麦植株的RWC有积极的影响。叶面喷施SA可增加叶片RWC [13，48，49]。因此，SA通过维持细胞膨胀压力、调节气孔的开启和关闭、与其他植物生长调节剂如脱落酸(ABA)相互作用以及防止水分流失来增加RWC [j]。50]。本研究结果与上述研究人员关于盐度胁迫下RWC降低的报告一致。

离子渗漏

结果表明，盐胁迫和SA对叶片离子泄漏均有影响。不同浓度SA和盐度胁迫对离子泄漏减少的影响程度存在差异。因此，应用盐度应力(12 ds m⁻¹)的叶片离子泄漏率最高(60.9%)，而接受0.5 mM浓度SA且不受盐胁迫影响的植物的叶片离子泄漏率降至32.11%(表2)6)。自由基引起膜脂过氧化和从细胞壁释放钾离子。由于钠离子与钾离子的竞争作用，钠离子也会取代细胞膜上的钾离子结合位点，而且由于钠离子不能进行钾离子的活性，它会导致电解质从细胞壁泄漏[51]。在盐度胁迫下，叶片相对含水量降低，细胞收缩，细胞膜失去稳定性[52]。导致细胞膜通透性增加，细胞内容物渗出细胞膜[45]。电导率应力下膜通透性的增加也与钙吸收和积累的减少有关，因为钙在维持膜结构中起着至关重要的作用[53]。对玫瑰的大量研究表明，离子泄漏也随着盐度的增加而增加[54]。SA减少玉米植株离子泄漏的效果[j]。13]和大麦[46]被报道。SA通过增加腐胺、亚精胺、精胺等多胺和其他细胞保护化合物的水平，增加和稳定叶膜稳定性指数，并通过控制膜透性来防止离子泄漏[55]。我们的结果与上述发现是一致的。

叶绿素含量

均值比较结果(表1)6)在总叶绿素含量方面，大马士革玫瑰叶片的叶绿素含量最高，平均值为3.86 mg g⁻¹2 mM浓度下无盐胁迫和SA处理样品的FW);叶绿素含量平均值最低，为2.39 mg g⁻¹盐度胁迫下的FW (12ds m⁻¹)和不使用SA处理。综上所述，施用SA提高了叶片总叶绿素含量，在一定程度上弥补了盐胁迫对叶绿素降低的负面影响。

叶绿素含量最高一个(2.42 mg g⁻¹在2 mM SA治疗中有FW)的报道，其他SA治疗之间无显著差异(表2)6)。最高水平的叶绿素b(1.43毫克/克⁻¹在无盐胁迫的对照处理中，FW含量最低，为0.682 mg g⁻¹在12分钟内⁻¹．显然，增加盐胁迫水平会降低叶绿素的数量，这可能是由于叶绿素或叶片组织的破坏和光合作用的减少。在本研究中，增加盐度胁迫水平也降低了叶绿素的数量;与SA处理有关的结果表明，施用SA可提高胁迫植株的抗性，增加叶片叶绿素含量。盐度降低了RUBP羧化酶效率、Rubisco再生、中温抗性和叶绿素含量等非气孔因子[56]。低SA浓度(0.5-1 mM)提高了盐胁迫下植物的气孔导电性[j]。57]。外源利用SA可提高光合速率、气体交换和气孔导度[58]。SA的使用提高了大豆和玉米的气孔导电性[j]。37]。有报道称，SA的使用降低了气孔导电性，关闭了气孔，这与SA与ABA的关联以及其止汗作用有关。SA的不同作用取决于它的剂量[59]。

总酚含量(TPC)

总酚含量的增加被认为是植物抗氧化的一种机制，可以提高植物的抗逆性。在本研究中，植物暴露于两种胁迫(水平8和m⁻¹)和0.5 mM浓度的SA中总酚含量最高(58.66 mg GAE g)⁻¹DW);然而，该值最低时为40.20 mg GAE g⁻¹对照处理的DW(不涉及应力或SA的应用)(图2)。1)。植物抗氧化胁迫的非酶防御机制之一是酚类化合物的积累。植物酚类物质是植物次生代谢物，在有利的环境条件下通过莽草酸途径和苯丙素代谢途径合成，但不同的环境胁迫会改变其在细胞中的含量[qh]60]。当植物面临盐度胁迫时，酚类化合物的水平增加，特别是木质素生物合成的前体，这导致细胞壁增厚，为盐进入细胞创造了生物屏障[61]。由于SA是一种酚类化合物，通过增加非酶促抗氧化剂如酚类物质的产生，植物对氧化胁迫的抗性增强[62]。据报道，总酚类物质和类黄酮的产量增加了[61]。暴露于盐度胁迫下增加酚类物质的产生证实了它们在减轻破坏性影响方面的作用。

脯氨酸含量

在大马士革玫瑰环境中增加盐分，叶片中脯氨酸的浓度也会增加。最高为62.83 μg⁻¹在盐度为12 ds m时，观察了脯氨酸的FW)水平⁻¹和2 mM SA的浓度(图2)。2)，无盐对照处理最低。渗透调节是一种非常重要的应激防御机制，它是一种对脱水应激的适应，通过细胞内可溶性物质的积累，帮助细胞维持其胀压[qh]63]。这种调节是通过在根和芽中产生脯氨酸、GB、脯氨酸甜菜碱和可溶性糖等有机物质来实现的[63]。脯氨酸是渗透保护剂中最重要的一种化合物，在提高机体对盐度胁迫的抵抗力，调节渗透或保护细胞膜等方面起着重要作用[j]。64]。据报道，脯氨酸通过与膜磷脂结合，改变生物大分子周围的水合层，在维持膜稳定性方面发挥重要作用[65]。也有研究表明，在受到胁迫后，脯氨酸在细胞中显著积累，这可能是由于其合成或降解减少[66，67]。SA的施用提高了脯氨酸含量，对提高植株抗盐胁迫能力有积极作用。SA也可能通过诱导ABA等中间化合物的合成产生保护性反应，从而诱导脯氨酸的产生并减少植物的盐度损害[18]。在高温胁迫下，外源施用SA显著提高了植物体内蛋白质、脯氨酸和POD、APX等酶的含量，但降低了CAT的活性[j]。19]。在正常条件下生长的番茄植株脯氨酸含量较低，但在低水分胁迫和SA处理下，两组植株的脯氨酸含量均有所增加[9]。一份关于SA对植物影响的报告表明，SA叶片喷雾增加了碳水化合物、蛋白质、游离氨基酸和脯氨酸的浓度[68，69]。我们的研究结果与上述研究结果一致，表明随着盐度胁迫的增加，脯氨酸水平增加，使用SA可以提高植物脯氨酸的产量。

丙二醛(MDA)含量

丙二醛的形成是脂质降解和氧化的结果，被称为膜损伤的指标。因此，当压力发生时，植物体内丙二醛的含量会增加。根据均值比较的结果(图2)。3.)，盐度胁迫下的植物(8 ds m⁻¹)， MDA含量最高，为20.8 nmol g⁻¹弗兰克-威廉姆斯);然而，在不施加胁迫的情况下，暴露于0.5 mM浓度SA的植株，其最高值为11.02 nmol g⁻¹弗兰克-威廉姆斯。盐胁迫下细胞壁内氧自由基的积累和钙浓度的降低导致离子泄漏和细胞膜脂肪酸的过氧化，从而导致MDA的积累[70]。MDA积累被用作测定氧化应激对细胞膜、脂肪酸和其他生物分子(如蛋白质、DNA和RNA)损伤程度的生物标志物[71]。MDA的积累水平取决于生物和非生物胁迫的类型和严重程度[72]。SA处理激活抗氧化系统，减少自由基，并保护膜免受脂质过氧化[14]。盐度加SA处理后，MDA水平降低，这可归因于SA抑制自由基产生的能力，因为这些自由基导致脂质过氧化，它们改变了细胞大分子的产生[73]。盐度和干旱可以通过增加MDA和其他醛类物质的水平诱导ROS积累的氧化应激。另一项实验表明，盐度单独增加了植物的MDA，但在SA处理下，MDA水平降低，氧化应激的风险降低[46，74，75]。在本研究中，SA显著降低了大马士革玫瑰在盐度胁迫下的脂质过氧化。

甜菜碱(GB)含量

植物应对环境胁迫的另一种非酶抗氧化机制是GB的产生。这种化合物通过防止脂质降解和维持渗透平衡来增加植物对胁迫的耐受性。最高为74.51 μmol g⁻¹测定12 dS m盐胁迫下GB的FW)水平⁻¹0.5 mM SA。最低为45.96 μmol g⁻¹不加盐胁迫和不加SA的对照处理中，GB的FW值基本不变。根据图。4，随着盐度水平的增加，GB的含量增加，使用SA时也是如此。GB是植物在盐度胁迫下积累的另一种化合物，可以像脯氨酸一样作为细胞质可溶性物质调节渗透作用[66，76]。与脯氨酸不同，它在非生物胁迫后不会迅速代谢，可以作为植物先前胁迫的指示物[77]。在胁迫下，GB通过保护类囊体膜中的rubisco和rubisco活化酶等光合二氧化碳稳定酶、蛋白质和脂质来保护光合活性[qh]78]。此外，GB直接保护细胞转录机免受非生物胁迫，并通过其减少ROS产生的作用，通过维持膜内聚来限制ROS产生的钾离子的过度充电[79]。GB增加了CAT和APX等清除ROS的基因的表达，减少了ROS的积累。大量研究表明SA刺激GB的产生[80]。外源使用SA可增加非生物胁迫下的GB水平[81]。本研究结果还表明，随着盐度胁迫水平的增加，样品中GB含量增加，SA的施用增加了胁迫植物中该物质的产量，这与上述结果完全一致。

抗氧化能力(AC)

AC是一种消除活性氧并将其困在植物细胞中的系统。当压力发生时，植物细胞通过激活抗氧化系统来减少压力的不利影响。如图3所示。5结果表明，随着盐度的增加，植物体内AC含量增加，SA的使用也使植物体内AC含量增加，在8 ds m处AC含量最高，达到87.39%⁻¹盐度为2 mM，然后在12 ds m的盐度应力下⁻¹和1mm SA。在没有盐胁迫的情况下，0.5 mM SA处理的AC最低。活性氧是由于植物体内的生物和非生物胁迫而形成的。活性氧是大气中氧(O)的形式₂)，已部分减少。当氧被激发时，一个唯一的氧(O)₂^•)形成。通过将一个、两个或三个电子转移给氧，超氧化物(O)₂⁻)、过氧化氢(H₂O₂)或羟基(OH)⁻)自由基分别形成。与大气中的氧气不同，ROS具有无限的氧化细胞生物分子的能力，如脂质、蛋白质、DNA和RNA，从而导致细胞氧化损伤[82]。当SA在合适的浓度和时间使用时，它会在植物细胞中引起暂时和短暂的氧化应激，这是一个弹性过程，增加细胞的AC [8]。SA改变了酶的活性，如SOD、CAT、APX或NAD (P) H氧化酶，这些酶附着在参与H的产生或分解的酶的细胞质膜上₂O₂，这导致H₂O₂作为次级信使，增加细胞的AC并诱导其他反应，减少应激的负面影响。SA通过增加抗氧化酶的活性以及抗氧化机制如GB和脯氨酸的活性来保护植物免受氧化反应造成的损害。叶面施用SA可减少脂质过氧化和H的含量₂O₂并进一步保护细胞膜和光合色素，防止叶绿素分解代谢[14]。结果还表明，SA的使用增加了大马士革玫瑰的酶和抗氧化化合物的产生或活性，这在测定总AC时是明显的。

抗氧化酶(CAT、APX、GPX、POD、SOD)活性

CAT、SOD和过氧化物酶等抗氧化酶被认为是植物抵御生物胁迫的重要防线之一。盐胁迫和水杨酸处理引起的这些酶的变化罗莎damascena叶样检验如下。

CAT酶是植物中最重要的抗氧化系统之一，当面对由应激引起的ROS时。因此，在本研究所检测的植物中，过氧化氢酶的最高含量为15.77单位毫克⁻¹12岁以下的蛋白质⁻¹盐胁迫与0.5 mM浓度SA的施用;然而，在对照处理(不含盐胁迫和不施用SA)中，该值降低了73.05%(图2)。6a).氧自由基的产生是对各种非生物胁迫的响应，如盐度、干旱和高温[83]。增加(9]及/或减少[17]在干旱胁迫下CAT的活性有报道。CAT酶活性的降低可能与它在黑暗中光失活和抑制酶的再合成有关，从而导致过氧化氢的积累和细胞膜的损伤。此外，据报道，使用生长调节剂如SA后，CAT活性会增加或减少，这似乎取决于所使用的浓度和方法(浸泡、叶面喷洒、增溶、注射等)以及植物的条件，包括发育阶段、细胞的氧化平衡以及之前对生物和非生物胁迫的适应[qh]84]。据报道，SA处理导致CAT活性暂时下降和过氧化氢水平增加，过氧化氢在建立全身获得性耐药中起关键作用[17]。研究表明，当内部SA浓度超过一定水平时，它们直接与CAT酶结合并抑制其活性[46]。外源施加SA可增加SOD、POX和CAT等抗氧化酶以对抗应激[9，85]。本研究的结果还表明，不同浓度的SA可能会产生相互矛盾的效果，这取决于所使用的浓度。本研究考虑的最佳SA浓度为0.5 mM，但较高的SA浓度会对CAT活性产生不利影响。

均值比较结果如图2所示。6b显示由于盐度胁迫增加，APX酶活性增加。结果还表明，该酶的最低含量为9.66单位mg⁻¹无盐胁迫条件下的蛋白质和浓度为2 mM的SA;将盐胁迫水平提高到8 ds m⁻¹施用0.5 mM浓度的SA可使APX酶活性提高68.9%。SOD、CAT、POD、APX和GR是植物抗氧化防御系统中的重要酶。虽然SOD是对抗ROS的第一道防线，但其最终产物(过氧化氢)对细胞是有毒的，必须通过谷胱甘肽抗坏血酸循环的CAT或APX从细胞中清除[86]。在SOD、CAT和APX之间建立平衡，以确定超氧自由基和过氧化氢的水平。许多报道表明，过氧化氢的脱除是由APX和CAT实现的[87，88]。还增加了胁迫下SOD、CAT、GR、APX等抗氧化酶的积累，减轻了氧化损伤，提高了Fv / FM比[j]。5]。在本研究中，SA的使用增加了APX的活性，并且在浓度为0.5 mM时活性达到峰值。

GPX是植物中的另一种抗氧化酶，它起着第二道防线的作用，将这些酶产生的过氧化氢转化为水和氧气。12 ds m水平的盐度胁迫⁻¹显著影响了该酶的活性(图2)。6C)，最低(0.18单位毫克)⁻¹蛋白质)和最高活性程度(0.7单位毫克⁻¹蛋白)，分别暴露于浓度为1和2 mM的SA下。一项对“火石”玫瑰的研究发现，在盐胁迫下离体生长的植株叶片中增加ROS水平可提高CAT、SOD、GPX和APX的活性[89]。在另一项研究中，盐胁迫的大马士革玫瑰中CAT、SOD和GPX的活性升高[90]。在受盐胁迫的植物叶面施用SA可减少钠的积累，增加钾和镁的吸收。同时也增加GPX和CAT的活性[91]。SA的使用也增加了GPX的表达和产生[91]。本研究的结果与之前的报道一致，结果表明SA的使用增加了GPX的产量。

POD酶也是胁迫下去除ROS的另一个重要因子，在减少胁迫对植物细胞的不利影响方面起着重要作用。当暴露于8 ds m水平的盐度胁迫时⁻¹0.5 mM SA处理下，与未处理胁迫的1 mM SA处理相比，大马士革POD酶活性显著升高，增幅达83.45%(图2)。6d).因此，这些结果表明，POD酶活性在较高的盐度胁迫下升高。POD利用酚类物质作为电子供体来分解过氧化氢[92]。POD和CAT的联合作用需要保护植物细胞免受SOD产生的过氧化氢的侵害。由于盐胁迫，POD活性增加已经有报道[63干旱条件下外源施用SA可提高番茄植株CAT、POD、SOD等抗氧化酶活性和脯氨酸含量[j]。9]。SA作为一种生长调节剂，在植物逆境下对细胞生长、呼吸、气孔关闭、衰老、增加POD活性和光合作用等方面起着重要作用[93]。在本研究中，使用不同浓度的SA均能提高大马士革玫瑰样品的POD活性，这与上述结果一致。

SOD酶活性的均值比较结果也表明，盐度胁迫水平的升高使该酶的活性升高(图2)。6e).因此，在8和12 ds m的盐度处理下，该酶的活性提高了68.67%⁻¹与对照处理相比。非生物胁迫如盐度胁迫诱导活性氧的产生和积累，高浓度的活性氧对细胞有害。这些化合物的产生引起脂质过氧化、酶的失活、核酸的破坏和细胞膜的破坏[94]。SOD是ROS解毒过程中第一个也是最重要的酶，它通过将超氧自由基转化为H，在细胞防御羟基自由基形成(OH)风险的机制中起着至关重要的作用₂O₂．产生的过氧化氢随后被CAT和APX纯化，因为SOD抑制超氧自由基，它是第一个对抗活性氧破坏作用的抗氧化酶。Farooq等人(2010)[95研究了SA对干旱胁迫下植物的影响，结果表明，在SA浓度为1 mM时，SOD活性最高。本研究的结果与上述研究结果一致，表明给药SA增加了大马士革玫瑰的SOD活性，并且还发现不同浓度的SA会导致不同的结果。

CAT基因的相对表达

CAT是一种抗氧化酶，在植物氧化应激时的防御系统中起着最重要的作用。该酶相关基因的表达表明该基因在植物叶片中的活性。数字7由a可知，在无盐胁迫处理下，不同SA水平间CAT基因表达量无显著差异。因此，在4 ds m的盐度胁迫下⁻¹其中，0.5 mM SA处理的表达量最高(17.7)，不加SA处理的表达量最低(15.12)。在12立方米的盐度水平⁻¹CAT基因在0.5 mM SA处理中相对表达量最高(22.43)，在未SA处理和2 mM SA处理中相对表达量最低(图2)。7a).随着盐度胁迫的增加，CAT基因的表达量也随之增加，SA的使用增加了该基因在不同盐度胁迫水平下的表达量。确定SA的最佳浓度为0.5 mM。CAT基因表达的研究香附子在400mm盐胁迫下，该基因在耐盐品种幼叶中的表达高于敏感品种[96]。同样，在干旱胁迫下，耐旱品种的油菜籽中CAT和APX基因表达的增加量高于敏感品种[81]。盐胁迫下，SA的使用增加了CAT基因的表达[79]。

APX基因的相对表达

APX也是植物免疫系统中关键的抗氧化酶之一。该酶被认为是自由基(如H)减少的主要因素₂O₂，可以将氧化应激造成的损害降到最低[97]。因此，该基因的高表达表明该酶在植物中具有较高的活性。平均值比较结果(图2)。7b)相对于APX基因的相对表达表明，在较高的盐度胁迫水平(12 ds m)下，该基因的表达增加(13.43)⁻¹)和0.5 mM浓度的SA处理。此外，在不施加盐胁迫和使用浓度为2 mM的SA的情况下，APX基因的相对表达量最低，为4.37。因此，随着盐度胁迫水平的升高，APX活性增加。在非生物胁迫下，耐受性品种的APX基因表达量远高于敏感性品种[j]。98]。盐胁迫下3种甜瓜生态型APX基因表达增加[j]。32]。在西红柿里[32和草莓，当植物暴露在压力下时，APX基因的表达水平也会增加[63]。在一项研究中，在暴露于冷胁迫的植物中使用SA增加了APX基因的表达[99，One hundred.]。我们的研究还表明，在盐胁迫下施用SA可提高大马士革玫瑰植株APX基因的表达水平，从而提高植株对盐胁迫的耐受性。

POD基因的相对表达

POD活性可以通过控制细胞伸长、防御机制和其他一些功能，在各种植物从发芽早期到衰老的整个生命过程中很容易地被检测到。pod参与许多细胞过程，如生长素代谢、木材形成、植物细胞壁交联、对环境胁迫的反应等[101]，酚氧化和抗盐胁迫[102]。叶片中的酚类化合物被POD和多酚氧化酶氧化为醌类，多酚氧化酶在氧化应激下被用作对抗ROS产生的反应剂[84]。关于POD基因的相对表达，图2。7c表示不同浓度SA在对照处理间无显著差异。在4 ds m的盐度胁迫下⁻¹在0.5 mM和2 mM SA中表达量最高和最低。在8和12米处⁻¹盐度处理中，0.5 mM SA处理相对表达量最高，无SA处理相对表达量最低。SA的使用增加了POD基因的表达量。基因表达的结果与该酶活性的结果一致，表明增加该酶的基因表达对其活性有直接作用。POD基因在多种植物盐胁迫下的表达有报道[103]。许多研究表明，SA诱导胁迫植物中POD基因的表达和活性[12，104]。研究发现，使用SA和茉莉酸等抗胁迫化合物可提高POD基因的表达水平，提高植物应对氧化胁迫的能力[105]。本研究结果与上述研究结果一致，表明植物在盐胁迫下使用SA增加了大马士革玫瑰植株POD基因的表达。

SOD (Fe-SOD和cu-SOD)基因的相对表达

SOD酶是植物抗环境胁迫最重要的抗氧化剂之一。这种酶将ROS转化为H₂O₂然后被其他酶转化为水和氧气。SOD酶根据它所具有的辅助因子分为不同的类型。本研究对铁基和铜基氧化物进行了评价。Fe-SOD相对基因表达结果显示，在12和8ds m的盐度胁迫下，该基因的表达量最高，分别为1.03和1.02⁻¹，以及分别在1和0.5 mM浓度下应用SA(图2)。7d).此外，在无盐度胁迫和SA浓度为1 mM的情况下，表达量最低，为0.46。最高盐度胁迫(12 ds m)下Cu-SOD基因相对表达量最高(1.88)⁻¹)，其中在浓度为1和2 mM的SA处理之间没有发现显着差异(图2)。7e).此外，将盐度胁迫降低到0(对照)，该基因的表达量降低;SA浓度为0(对照)时表达量最低，为1.02。sod是一种金属酶，它催化超氧自由基转化为氧和过氧化氢，是抵御氧化损伤的第一道防线。这些酶在植物中主要有三种形式。其结构中使用的金属分为Cu/Zn-SOD, Mn-SOD和Fe-SOD。这些异构体的活性位点也不同:线粒体中的Mn-SOD，细胞质和叶绿体中的Cu / Zn-SOD，叶绿体中的Fe-SOD [106]。如结果部分所述，随着盐度处理的增加，叶片中Fe-SOD和Cu-SOD基因的表达逐渐增加，并在最高胁迫水平(12 dSm)达到最高水平⁻¹)。这些结果与盐度胁迫对薄荷茎部影响的研究结果一致，Fe-SOD基因表达始于盐度胁迫，随着胁迫的增加，表达量显著增加[107]。在盐度对植物影响的研究中，与对照相比，盐度胁迫显著提高了总SOD和Fe-SOD同工酶的活性[108]。在一项实验中，氯化钠胁迫下大麦根和芽中SOD活性升高[105]。镉胁迫诱导大豆Cu/Zn-SOD编码基因的表达[j]。109]。SA增加了SOD基因表达水平，从而提高了SOD的活性[8]。外源使用SA增加了SOD基因的表达水平，从而增加了相关酶的产生[110，111，112，113]。本研究还表明，在大马士革玫瑰叶片上施用SA增加了SOD基因的表达水平，这与上述结果一致。

目前，盐胁迫被认为是最重要的非生物胁迫之一，因为它损害了大量的农产品，降低了它们的生产性能。本研究表明，盐浓度的增加降低了大马士革玫瑰的生长速度，这表明大马士革玫瑰的叶片、空气器官和根系的干重和鲜重减少。此外，将盐度胁迫水平提高到12 ds m⁻¹影响了叶绿素含量、根长和叶总面积，与未受胁迫的植株相比，均显著降低。然而，许多研究强调了化合物的应用，以减少逆境的负面影响，提高植物对逆境的抗性和耐受性。因此，在本研究中，研究了SA作为植物细胞内和细胞外调节剂的作用，该调节剂在提高植物抗盐胁迫能力方面是有效的。即使在低浓度(0.5 mM)下，SA也能中和盐度的负面影响;因此，在本研究中，它被确定为一种合适的调节剂罗莎damascena．在盐胁迫下，酶抗氧化防御系统和相关基因被激活罗莎damascena;因此，SA的存在增加了植物中酶和抗氧化基因的表达。这些与基因相关的机制能够捕获活性氧，从而提高植物对盐度的抗性。因此，考虑到SA在逆境中对植物生长的积极作用，它可以被认为是大马士革玫瑰的合适调节剂，即使在低浓度下也是如此。尽管如此，建议在不同浓度下检查其他调节剂，如腐植酸、多胺、氨基酸等，以获得更可靠的结果。

所有生成或分析的数据都包含在本文中。本研究中获得的原始数据集可应通讯作者的合理要求提供。

不适用。

本研究得到德黑兰大学农业与自然资源学院园艺科学系的支持，伊朗卡拉伊31587。

作者及单位

1. 德黑兰大学农业与自然资源学院园艺科学系，伊朗卡拉伊31587

   Mohammad Omidi, Azizollah Khandan-Mirkohi, Mohsen Kafi和Zabihollah Zamani

2. 伊朗马什哈德费尔多西大学农学院园艺科学系

   Ladan Ajdanian和Mehdi Babaei

贡献

MO, AKH, MK和ZZ构思和设计了这项研究;AKH和MO对文献研究有贡献;MO进行实验并收集结果;MO和AKH对数据进行分析和解释;MO, MB和LA是撰写手稿的主要贡献者;ZZ, LA, MB, MO指导研究项目的各个方面，修改稿件;所有作者都阅读并批准了最终的手稿。

相应的作者

对应到穆罕默德Omidi．

伦理批准并同意参与

本研究符合所有相关的地方和国家法规。研究不需要许可罗莎damasacena简历。伊朗卡尚工厂。

发表同意书

不适用。

相互竞争的利益

作者宣称他们没有竞争利益。

出版商的注意

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